INTRODUCTION

 

 
 
Cet article était programmé comme la troisième partie (Notes Techniques) pour la Clé des genres des rotifères Bdelloidea déjà publiée.
Une fois écrite je me suis rendu compte que tant la description des micro habitats, que les techniques à utiliser pouvait même être appliquées presque sans modification non seulement aux Bdelloidea mais à beaucoup d'autres groupes de micro invertébrés.
 
 

 

 

 

- gastrotriches, nématodes, rotifères monogononta ,
- aux habitants du meiobenthos en incluant les kinorhynches,
- et avec peu de modifications que sûrement l'imagination des amateurs découvrira rapidement, aux entomostracés et les hydracariens.

 
 
Par conséquent j'ai modifié le titre pour qu'il devienne plus accessible dans l'indexation d'Internet, bien que j'aie maintenu le texte sans changement.
Mon objectif primaire est encore d’aider à stimuler davantage de travail amateur sur les bdelloidés
.
 
     
 
J'emploie ici quelques termes pour indiquer les « biocénoses », qui ne seront pas trouvés probablement dans la bibliographie européenne ou même américaine
Ils ont été inventés dans des Instituts de Limnologie de l'hémisphère méridional, ou les chercheurs doivent traiter avec un monde biologique beaucoup diversifié.
Je crois qu'il est très utile de séparer ce que la majeure partie du temps sont les groupes d'espèces différents et identifiables, et qui pourraient être autrement confus si vous ne faites pas un choix rigoureux des microhabitats.

Je fais ici une courte définition des termes utilisés.

 
 
Yeux dans le rostre de Rotaria- O. Barth.
 
     
     
 

 

Habitats.

Zelinkiella, est le seul genre exclusivement marin, qui vit en tant que commensal sur les holoturies.
On trouve les rotifères bdeloides dans pratiquement toutes les situations écologiques, bien que la plupart du temps ils sont dans les eaux douces (ou dans des systèmes à humectation périodique par les pluies, mais qui pourraient sécher complètement.
Ces systèmes sont appelés limnoterrestres.
Seules 21 espèces dans 8 genres ont des représentants qui ont été trouvés dans les eaux continentales, salés ou saumâtres. (Fontaneto et all. 2008)
La majorité sont des espèces « haloxenes », c'est-à-dire, des espèces que l'on pense apparues et qui ont survécues dans ces habitats uniquement par hasard.
En eaux douces, elles méritent, et doivent, être recherchées dans le zooplancton des grands étendues d'eau .
On les pêchera avec des filets de à maille fine d'environ 70 microns au maximum, mais on trouvera là bien peu d’espèces.
Les habitats les plus fructueux sont décrits plus loin.
La classification des biocénoses n'est pas capricieuse. Chacune a ses propres caractéristiques physiques, chimiques et structurales, que détermine la faune que peut y habiter. On doit apprendre à les reconnaitre.

 
     
 
a) Espèces littorales
 
 

Espèces qui nagent librement près des bords des pièces d'eau, très souvent appelés héléoplancton, surtout quand ils habitent de petites pièces d’eaux.
Espèces qui rampent sur la végétation littorale.
Entre ces dernieres doivent être distinguées
- celles liés fondamentalement au pleuston, (végétaux flottants, comme la Salvinia, la Pistia ou l’Eicchornia)
- et celles périphytiques (qui se développent sur et autour d'un appui) Le plus souvent elles forment des biofilms sur la partie submergée des végétaux enracinés (appelé plocon en Europe).
- ou celles liées aux algues filamenteuses flottantes mais fixées a la côte, aux pierres, ou aux objets) et au heteroplocon (algues filamenteuses qui se sont détachées et flottent librement). Les relations de ces faunes entre elles et avec l’héléoplancton sont discutables, mais dans la plupart des cas elles sont intégrées par d'autres espèces.


 
 
b) Espèces habitant d'autres biodermes
 
   
aussi appelles biofilms, couche mince de bactéries, de microalgues et de microinvertébrés, qui se développe au dessus des substrats submergés de manière permanente ou temporaire, comme les pierres, le bois, les parties submergés des végétaux émergents, ou flottantes, les racines submergées des arbres, les murs, le bois, etc. (périphython)

 
 
c) Espèces qui vivent dans les sables littoraux
 
   
(psammon) ou dans la couche mince des benthos superficiels (ooze en anglais)

 
 
d) Espèces saprophytiques,
 
   
Celles qui vivent dans des étangs et des petites piscines, souillés par de la matière organique en décomposition (dans n'importe quelles des situations précédemment décrites)

 
 
e) Espèces qui vivent dans les eaux de cavités periodiquement remplies
 
   
des arbres, ou dans des « pichets » (pièges à l'extrémité des feuilles) des plantes carnivores comme Népenthes, ou dans la « tasse » ou le  vase  ou réservoir, qui se forme au centre de beaucoup de bromélies, par la superposition partielle des feuilles (phytothelmique)

 
 
f) Espèces vivant dans les mousses ou les lichens périodiquement secs
 
   
(bryophyles)
dans et sous les aiguilles et la litière de pin (édaphiques) ou en cavités, soit toujours humides, ou inondé périodiquement, sur des roches, des murs, des bâtiments, des trottoirs, etc. (litothelmiques).


 
 
g) Espèces commensales
 
   
En outre, ils existent 3 genres épizoïques (Anomopus, Embata, Zelinkiella) commensales sur des animaux d'eau douce (une des deux Anomopus vive dans de l’eau saumâtre)


 
Note : On appelle de plus en plus souvent les espèces qui vivent dans les habitats e) et f) ( voir au-dessus ) , espèces limnoterrestres, parce qu' évidemment elles vivent dans des habitats terrestres, mais prospèrent uniquement quand ces habitats sont humides ou inondés.


 
 
Tête de Philodina - Ch. Krebbs.

 

 
 

Échantillonnage

 
     
 
Tous les voyages à la recherche d’échantillons qualitatifs de rotifères bdeloidés doivent être spécifiques, dirigé vers un certain habitat (Héleoplancton, Periphyton, Bafon), et très limité en volume prélevé.
Un échantillon vivant simple peut fournir quelques fois des dizaines d'espèces, chacun avec peu d’individus, ce qui forcera une étude lente et individualisée.
Trois ou 4 échantillons seraient l’idéal. Une vaste recherche sur un habitat choisi, doit être divisée en beaucoup de petits prélèvements tout au long d'un certain temps.
Ceci permettra non seulement d'avoir une meilleure idée de la richesse spécifique (le nombre d'espèces présentent à l'emplacement) mais aussi d’obtenir une première vue de la substitution successive possible des espèces, conduite par des événements physiques comme les saisons ou l'état d'humidité des matériaux.
Les échantillons vivants doivent être protégés contre les variations brusques de température, CLz mieux est de les transporter dans une boîte thermiquement isolée.


 
     
 
Assurément les méthodes de prélèvement sont aussi diverses que les habitats qui doivent être étudiés. Iils fournissent en outre non seulement des rotifères, mais une faune microbienne très diverse, bien qu'ici j'ai insisté dans les méthodes mieux adaptées pour des bdeloidés.
Les rotifères épizoïques ne peuvent être récoltés qu'en examinant les animaux qui les hébergent , et en lavant les surfaces ouvertes (incluant , par exemple, les cavités branchiales des crustacés) pour recueillir les organismes vagiles ou fixes qui s'y trouvent.
Les formes littorales soulèvent un vrai défi au talent du collecteur. Il est facile de recueillir, avec de petits filetsà plancton, les formes qui nagent librement près du rivage, ou entre les plantes.
Mais il existe également une faune microbienne, très diverse qui adhère plus intensément aux surfaces, ou qui se cachent dans des habitats plus complexes. Pour le pleuston, le plocon et l’heteroplocon il n'y a d' autre remède que de recueillir les parties végétales concernées , en les glissant soigneusement avec leur faune et un peu de leur eau dans des sacs en plastiques ou des bouteilles.

 
     
 
La faune Périphytique. est la plus difficile à recueillir.
Pour les habitants de biodermes qui couvrent la partie submergée des diverses plantes enracinés, des pierres, des bois, etc., on est généralement obkigé d' enlever, avec soin et talent, et l'aide d'une brosse ou une spatule, le matériel qui adhère, en le dirigeant (avec bonne chance) vers les récipients de receuil.
Pour les plantes émergentes enracinées (comme les joncs, par exemple.) une méthode un peu plus sûre est de couper (toutes les fois qu’on peut le faire) la partie aérienne, puis en retournant un sachet en plastique, ou une bouteille, sur tige submergée , on coupe la plante au-dessous de l'ouverture du récipient . En fermant le récipient on emprisone ainsi toute la microflore et microfaune associée. Ceci permet même un prélèvement quantitatif tout à fait exact.
Pour le plancton on emploie des filets conventionnels à mailles de 70 ou 45 microns. Ils peuvent être remorqués derrière un petit bateau conduit à une vitesse réduite. La faune peut également être pêchée à l'intérieur d'une « colonne d'eau », en abaissant le filet jusqu’au fond et le récupérant verticalement avec un mouvent ascendant lent et régulièr.
 
     
 
Pour les rotifères des mousses, lichens, feuilles mortes, sables et sol, on ramassera simplement les échantillons qui doivent être étudiés plus tard au laboratoire.  
Les sables doivent être collectés avec beaucoup d'eau provenant du même emplacement que le prélèvement.

 
 
Agiter le sable, pour le mettre en suspention dans un grand volume de l'eau prélevée, cela peut aider à séparer la faune interstitielle.
Laissez reposer quelques secondes de sorte que le sable décante, et versez l'eau surnageante sur un tamis.
La concentrer en la filtrant par un tissu aux mailles de 40 à 70 microns . Les psammobiontes (animaux qui vivent dans les interstices du sable, au rivage des corps de l'eau) adhérent fortement aux particules de sable.
Les chercheurs essayent généralement d'anesthésier les microinvertébrés en utilisant le sulfate de magnésium, ou le bupivacaïne, (voir les « anesthésiques ») ce qui facilite leur détachement. On doit étudier avec soin l'efficacité et la forme d'administration des anesthésiques pour les appliquer aux bdeloidés. Les temps et les concentrations appropriées changent en fonction des espèces contenues dans les échantillons..



 
 
Tête de Philodina avec yeux - Ch. Krebbs.
 
 


Quelques chercheurs proposent d' abandonner les échantillons dans le laboratoire pendant une paire de jours.
L'oxygène du fond sera consommé et les animaux ramperont vers la surface.
Il sera possible de les recueillir avec une pipette dans l'interphase entre le substrat arénacé et l'eau.
Le meilleur emplacement pour la recherche est l'angle entre le sable et les parois de verre du récipient. L'exploration peut être poursuivie une semaine ou plus.

 
     
 
Les lichens et les mousses doivent être mouillés avec de l'eau distillée ou, mieux, de l'eau de pluie. Ils seront laissés au repos pendant une paire de jours. Ils peuvent être pressés pour séparer l'eau et sa faune microbienne, et le prélèvement obtenu sera étudié pendant plusieurs jours à la loupe binoculaire ou sous l'objectif topographique du microscope pour séparer les unités détectées.

Les rotifères de la terre et les feuilles mortes seront collectés en utilisant un entonnoir de Baerman au laboratoire. C'est un entonnoir avec un tamis à son entrée, sur lequel l'échantillon est placé.
Le bout de l'entonnoir se termine par un tube en caoutchouc et une pince de Mohr. L'entonnoir est rempli avec de l'eau jusqu'au niveau de l'échantillon. Les animaux vagiles peuvent traverser la maille du tamis et s'accumuler dans le tube en caoutchouc, d'où ils seront collectés périodiquement.

 
     
La Faune Phytothelmique est mieux étudiée si les plantes sont portées au laboratoire, si c'est possible.
Les échantillons des Habitats Litothelmiques seront prélevés en raclant le sédiment, généralement très riche en algues, et particulièrement en cyanobactéries, et en les prélevant avec l'eau qui remplit les cavités.




 
 
Philodina megalotrocha - Abel Lear.

 
     
 
Anesthésie

 
 
Dans la discussion technique suivante je me réfère quelques fois à H. Taylor.
C'est un technicien spécialisé qui a travaillé toute sa vie avec des rotifères, et a commencé sa carrière avec le grand rotiferologiste F.J. Myers (1874 – 1954). Il a édité une série de chapitres techniques qui sont maintenant réunis dans un livre. Bien que son objectif vise les chercheurs professionnels, plusieurs de ses suggestions méritent d’être essayes par le microscopiste amateur.
Les individus, choisis pour une future étude plus détaillée, ou pour être montés comme  « vouchers», (spécimens qui sont classés et archivés en vue d’une future référence et comparaison) devront être anesthésiés, si c'est possible.
 
     
 
Le meilleur anesthésique jamais connu pour des rotifères, y compris des bdeloidés, est la « Liqueur de Rousselet », pour laquelle nous proposons deux formulations, l'originale, et une modification due à De Beauchamp.
Le limnologiste italien Mario F. Canella indique (1954) que même des traces de ce réactif mettent immédiatement en extension des individus de Rotaria neptunia. Il montre quelques images de bdeloidés bellement réussies.

 
     
 
Même si toutes les espèces ne sont pas aussi collaboratives, cela vaut la peine d’essayer le Rousselet, si son ingrédient de base peut être obtenu : le Chlorhydrate de cocaïne.
 
     
 
ROUSSELET, original (0.006%)
Solution du chlorhydrate de cocaïne au 2%
3 ml
Alcool méthylique (pleine force) .
1 ml
Eau distillée
6 ml

 

 
     
 
De BEAUCHAMP, modification (0.05%)

Chlorhydrate de cocaïne

0.5 g
Alcool méthylique (plein force)
5 ml
Eau distillée
5 ml

 

 

 
     
 
Avec n'importe quelle des deux formules il est recommandé d’ajouter 1 goutte d'anesthésique par millilitre d'échantillon, toutes les 5 minutes, jusqu'à obtenir la narcose. La plupart du temps 3 gouttes sont suffisantes.
En plus du Rousselet, beaucoup d’autres anesthésiques ont été essayé.
Le plus utilisé maintenant c’est la bupivacaïne (également connu sous le nom de Marcaine).
 
     
 
La Bupivacaïne (Marcaine) est recommandée par H. Taylor comme une solution mère de 0.5%. C'est un anesthésique employé par les odontologistes, dont j'ai obtenu 30 ml dosée à 150 mg. de substance active. Diluez-la et employez-la soigneusement goutte par goutte, ou infiltrez une solution diluée sous la lamelle. Segers and Shiel (2005) l’a employée avec succes pour anesthesier Adineta ricciae.

Le Chlorure ou Sulfate de Magnésium de 1%, a été également recommandé par Mario F Canella (1954). Employez-le goutte par goutte. Il y a quelques notes sur son utilisation réussie dans quelques espèces de bdeloidés, mais la plupart des images photographiques de Canella sont des Monogononta. Une solution de 8% est régulièrement employée (50/50) par les meiobenthologistes pour detacher la faune microbienne s'accrochant au sable dans le psammon marin.

Les Gouttes ophtalmiques de Neosynephrine (Phénylephrine) sont employées par les ophtalmologues pour dilater la pupille. Elles sont également vendues en pulvérisateurs nasales. Vous devez prendre soin avec ces dernieres, parce que la drogue provoque facilement une dépendance. ¡Les médecins recommandent de ne pas l'employer comme médecine plus de cinq jours ! Je les avais essayées il y a long temps et elles était très bonnes avec les Monogononta. Le résultat était douteux avec les bdeloidés.
 
     
 
L’Homatropine peut être obtenue en pharmacie comme médicament pour des maladies hépatiques, et également en tant que gouttes ophtalmiques. Celle-ci, et beaucoup d'autres drogues comme l’atropine, le chlorhydrate de benzamine, la xylocaine (lidocaïne), la tetracaine, le métoprolol, etc. ont été proposées à l'essai. Mais il n’y a aujourd’hui aucun rapport faisant état d’un anesthésique qui ait toujours réussi avec les bdeloidés. Mais tous méritent d'etre essayés
 
     
 
L'anesthésie doit être jugée par le manque de réponse à la stimulation de contact, parce que les cils ne s’anesthésient généralement pas, et les rotifères continuent à se déplacer, même s'ils sont bien anesthésiés.



 
 
Couronne d'une bdelloid - A. Lear.


 
 
 
 
Fixation

 
 
Autrefois les rotifères anesthésiés étaient fixés en ajoutant à la goutte les contenant, un volume semblable de formol neutre à 8%, ou de glutaraldéhyde à 6% (H. Taylor l'emploie en solution à 2%). Les deux fixateurs sont maintenant interdits, suspects d’être cancérigènes, même si la bibliographie prouve que les professionnels continuent à les employer tous les deux, aussi bien que le trop cher et trop toxique Tetroxide d’Osmium. Mais il est également vrai que beaucoup de laboratoires ont évolué vers des fixateurs moins toxiques.
 
     

Le GALA 60 (décrit par Dioni ICI ) a été employé en Italie par la Dr Ulrique Uehliger ( communiqué par e-mail en 2005), à la concentration de 10%, dans des échantillons de rotifères planctoniques, (naturellement la plupart des espèces étaient des monogononta), et il a donné un bon comportement dans les échantillons conservés dans le fixateur pendant deux mois.

Néanmoins je recommande de mélanger le dépôt (donc après avoir enlevé le « surnageant ») dans l'alcool à 70% avec 5% de glycérine, mais on ne peut garder ce mélange qu'au maxi une semaine ; le temps de l'étudier ou de passer à une préparation définitive.
Ceci a trois avantages :
- d' empêcher la possible corrosion des organismes par les acides forts
- de fournir un milieu permanent de conservation,
- et de faciliter le travail postérieur et les comptages de la microfaune en éliminant les vapeurs irritantes de l'acide acétique. J'étudie actuellement quelques autres fixateurs prometteurs pour les microinvertébrés.

 
     
 
Pendant que les spécimens (fixés ou vivants) sont choisis dans l'échantillon, ils seront retires avec une micropipette, et stockés dans de petits verres de montre ou n'importe quelle petite capsule, afin de les conserver pour l’étude future.
Bien qu'il soit toujours recommandé d'apporter un échantillon vivant au laboratoire, tout au moins au début d'un projet, la majeure partie du temps, les échantillons seront généralement fixés sur le terrain. Si les bdeloidés sont l'objectif de l'étude,, les méthodes traditionnelles de fixation montreront seulement des unités contractées non identifiables.


 
 
A. cf. tuberculata - Verolet.


 
 

Je propose de diviser les prélèvements en trois lots :

- Un sous-échantillon sera anesthésié avec de la bupivacaïne (ou l'anesthésique qui sera finalement choisi à l'issue des épreuves expérimentales) jusqu'à ce que les rotifères montrent seulement une activité ciliaire, et que les animaux, molesté, ne se contractent plus.

- H. Taylor suggère, comme technique standard rapide, de concentrer la récolte sur maille de 45 µ (maille por serigraphie), de diviser l'échantillon en 5 ou 6 sous-unités de quelques millilitres (4 ou 5 ml) et d'appliquer à chacune un nombre croissant de gouttes de l'anesthésique en attendant qu’une dilution soit la bonne. Il dit également que l'on doit appliquer un temps uniforme (9 mn. le maximum) pour fixer tous les échantillons.


- Il semble que plus de temps provoque des racourcissements, même si ils étaient déjà bien étalés
. À ce moment on ajoutera le GALA de 10 à 20%, avec ou sans colorant de masse. Autrefois,, le Rose Bengale à 0.2% a été employé, mais on le considère maintenant comme fortement cancérigène. Essayez d'utiliser le Allura Red très dilué, ou la Tartrazine (colorants alimentaires respectivement rouge et jaune), ou, mieux, l’éosine aqueuse de 0.5% à 1%.

 
     
 
- Le second sous échantillon peut être traité avec du CO2 (en mélangeant à l'échantillon de l'eau commerciale gazéifiée) ou par l'asphyxie (récolte concentrée, dans un petit flacon complètement rempli et fermé hermétiquement) qui, pour ce matériel sensible, peut rarement produire l'anesthésie de quelques bdeloidés . Mais… il n'y a pas que des bdeloidés dans l'échantillon, et vous pourrez être enclins à faire une investigation plus complète de sa composition.
 
     
 
- La troisième unité: Les échantillons recueillis par filtration du sédiment détaché du pleuston ou du plocon, ou recueillis en tant que « ooze » benthonique, sont généralement très volumineux pour un traitement individualisé sur le terrain. Dans ce cas-ci la meilleure stratégie est d’utiliser la méthode de l’eau bouillante, développé par F J Myers.

- Placer l'échantillon dans un récipient d'un volume 6 fois plus grand, situé par précaution dans encore un autre volume 2 à 3 fois plus grand. On attent suffisamment , de sorte que les individus s'étalent et reprennent leur activité normale. A ce moment, on verse 3 à 5 volumes de fixateur presque en ébullition (ou même d'eau presque bouillante) dans le premier récipient.

- Le sédiment est laissé se décanter pendant un temps, puis la plus grande partie possible du surnageant est enlevée. Un volume de fixateur équivalant au volume de sédiment est ajouté à l'échantillon. Comme dans le deuxième traitement suggéré, seules quelques espèces des bdeloidés répondent à ce traitement, qui est par contre très utile avec le monogononta.
 
     
 

De manière alternative , les filtrats ou les sédiments peuvent être placés dans un « flacon à col détachable», avec la base peinte en noir opaque. (Dioni)
Au bout d'un moment, les animaux géotropiques négatifs, et les phototropiques positifs, plus ceux qui souffrent avec la raréfaction de l'oxygène, se réuniront dans le coldétachable. Celui-ci est démonté, son contenu est versé dans le récipient définitif, et le fixateur est ajouté.(Dans le cas où les Bdeloides ne sont pas le but du travail)
Ou bien la faune microbienne est d'abord massivement anesthésiée avant fixation, ou elle est traitée à l'eau presque bouillante ou le fixateur presque en ébullition pour receuillir quelques bdeloidés en extention.



 
 
Adineta - tête 1 - A.Verolet.
 
 

 

 

 
 
Méthodes d'étude

 
   
a - L'échantillon est d'abord étudié, de préférence au-dessus d'un fond noir, avec une loupe binoculaire, ou sous les objectifs topographiques de votre microscope. Les individus dont la morphologie doit être particulièrement étudiée, ou qui doivent être identifiés taxonomiquement, seront séparés, à l'aide des micropipettes à bouche ou mécanique…. (Si vous essayez votres micropipettes avec le bas grossisement rappelez-vous que les mouvements sont inversés. Si vous avez un microscope ancien, utilisez l’astuce de la « loupe de l’homme pauvre » (Dioni) qui permet des mouvements normaux.
Pour des espèces volumineuses qui pouvaient être écrasées par la lamelle, un certain espace doit être ménagé (papier, cellophane, petits morceaux d’une lamelle, des poils, etc.) .
 
       
   
b - Une solution plus technique, mais pas aussi simple, est de créer un compresseur à vaseline.
Placez une petite goutte d'eau, avec les spécimens à étudier, sur une lame. Répandez une couche très mince de vaseline sur la paume de votre main, et glissez sur elle deux bords opposés d'une lamelle, pour recueillir sur eux une ligne mince de gelée. Inversez la lamelle et, soigneusement, la descendre VERTICALEMENT au-dessus de la goutte, en veillant à la maintenir centrée. À l'aide de deux aiguilles minces émoussées, (ou même d’un cure-dent), ajustez la hauteur de la lamelle, en regardant la préparation avec la loupe binoculaire, ou avec l'objectif topographique du microscope, jusqu'à ce qu'une compression modéré des rotifères soit atteinte En la graduant avec beaucoup de soin, vous pourrez les arrêter sans les détruire.


 
   
Adineta - tête 2 -A.Verolet.


 
     
 
Traitement individualisé :

 
   
a - Les individus vivants choisis peuvent être traité avec un anesthésique et fixés au GALA, pour être colorés et montés dans les préparations définitives, comme détaillé plus loin..
 
       
 
b - Les individus des espèces déjà fixées sur le terrain, qui seraient nécessaires pour une future étude , doivent être séparés et rassemblés dans une petite capsule. S'ils ont été colorés massivement avec la tartrazine, ou l’Allura Red, ou l'Éosine, ils vont directement dans la glycérine comment il est expliqué plus bas. Si non, on les ajoutera de l’éosine à 0.5%, en la laissant agir une ou deux minutes. Au moyen de micropipettes, ou en travaillant avec des microanses, ou des microspatules ou même des microaiguilles, la solution de colorant sera écarté, et les animaux seront lavés dans l'eau pour les monter dans la glycérine.
 
       
 
La glycérine sera appliquée en plusieurs étapes graduées de 10, 25, 50, 75 et 100%, peu de minutes dans chaque bain , où elles peuvent être alternativement placées dans une solution à 5% qui est laissée se concentrer sous un cache anti-poussière. Cela peut demander quelques heures. Le but est d'éviter que les unités se rident, et de les concentrer et les monter en glycérine pure. Apparemment les espèces fragiles que se rident pendant le processus de montage, peuvent être convenablement durcies si elles sont précédemment traités avec de l'acide acétique au 10%.


 
 
Adineta- tête 3 - A.Verolet.


 
 

Le mastax est indispensable pour identifier les espèces. Sa structure générale est identique pour toute la classe.  

Une solution à 0.3% d’hypochlorite commerciale (Javel de supermarché) est recommandée par H.Taylor. La solution commerciale est normalement une solution à 5%. Diluez 1 goutte de solution commerciale avec 8 gouttes d'eau (9 gouttes finales). Ceci donne une solution à 0.6% approximativement (5%/9 = 0.6%) ajoutez 1 goutte à une autre goutte d’eau avec le rotifère, la solution fonctionnelle est maintenant de 0.3%, et elle commence à dissoudre les cellules et à laisser seulement les structures dures. Il vaut mieux travailler avec une lame à concavité, et avec de petites gouttes pour empêcher de perdre la structure minuscule.
Il est également possible, et plus sur réellement, de travailler sous la lamelle, en ajoutant une solution d’hypochlorite à 0.5-1% à la marge de la lamelle et en absorbant l'eau avec grand soin, à la marge opposée, avec une bande mince mais longue de papier filtre. Il est également possible d'employer la même technique pour remplacer l'eau par la glycérine qui a un meilleur indice de réfraction.



 
     
ÉLÉMENTS POUR LA DESCRIPTION DES ESPÈCES DE BDELLOIDEA
 
     
 

Mettez votre échantillon dans une goutte d'eau au-dessus d'une lame porteobjet.
Ricci et Melone (2000) suggèrent qu’au début, vous étudiez votre matériel sans appliquer de lamelle.
Ceci est facile avec les loupes binoculaires à bas grossissements, mais c’est possible seulement avec les objectifs 4x et 10x des microscopes composés, et avec des animaux assez tranquilles. Mais ça pourrait vous donner une bonne évaluation de la morphologie et de l'activité générale du rotifère.

 
     
 

La morphologie générale sera décrite d’après des observations avec un oculaire 10x et les objectifs 4x et 10x, avec des détails complémentaires pris avec un 40x, et quelques détails (le trophus par exemple) pourront même être observé avec l'objectif 100x, à immersion dans l'huile, si vous en avez un.
La règle ici est de «documenter tout ce qui est possible, de la meilleure manière qui soit possible ».

 
     
 

 Si vous avez un APN les images digitales sont une technique rapide d'enregistrement. Si le rotifère est à peu près immobile, prenez les images nécessaires pour composer plus tard une mosaïque du corps entier. Dans tous les cas il est fortement utile de faire « z-stacks », images prises à intervalles à travers toute la profondeur de l’exemplaire. Ouvrez les images dans l'ordre désiré, et en utilisant la fonction de « grille dans l’écran » de votre processeur d'image, faites des schémas détaillés, même s"ils ne sont pas d’une grande précision. Quand vous avez un concept clair du rapport entre les organes, vous pourez choisir et arranger les images de la pile pour appliquer CombineZ (dans n'importe quelle de versions récentes) ou bien Helicon-Focus.
  

 
     
 

En étudiant un nouveau spécimen il pourrait être utile de suivre la procédure suivante ( elle n'est pas complète, mais suffisante pour de nombreux cas.).

 
     
 

Écrivez et dessinez tout ce que vous pouvez, vous verrez que c’est un comportement très utile. N'oubliez pas que, avec chaque note, schéma, ou image, vous devez enregistrer la date et, cela pourraitêtre important, l'heure. Enregistrez également le microscope, l’objectif, et la technique d'éclairage, employées pour enregistrer les données, et tout autre instrument impliqué. Mettez maintenant une échelle sur votre image ou dessin. Non un rapport général pour un groupe d'images, mais une échelle individuelle. Vous ne savez pas quand, ou quel genre de phénomène peut vous frapper ale lendemain, et vous séparer de vos matériaux.

 
     
Enregistrez tout ce que vous pouvez, pour votre propre bénéfice, ou pour rendre compréhensible votre travail de laboratoire à d'autres scientifiques. Et ne vous inquiétez pas du mot scientifique. Si vous travaillez sérieusement comme indiqué dans ses conseils, ce que vous ferez deviendra du TRAVAIL SCIENTIFIQUE même si vous n'avez pas les outils finaux pour faire les publications, ou si vous ne travaillez pas sur « les grands problèmes » de la physiologie, ou de l'évolution, votre contribution à la taxonomie et a la zoogéographie sera reconnue et encouragée. Ces deux secteurs sont ceux qui ont le plus de besoin de la poussée vers le haut et que les amateurs peuvent donner. Il y a déjà beaucoup, beaucoup d'années, qu' Huxley à déclaré que la « taxonomie c’est au plein cœur de la biologie »


 
 
Adineta, mangeant - A.Verolet.

 

 
 

 

 
 
Données générales:

 
 

 Dans votre cahier enregistrez d'abord l'origine de l’échantillon, décrivez l'habitat, enregistrez, si vous pouvez, la latitude et la longitude (NON, maintenant vous n'avez pas besoin d'appareils compliquées, ni même de cartes topographiques chères.Utilisez votre « Google Earth » GRATUIT ?) Vous pouvez même inclure dans vos dossiers une ou plusieurs « captures de l'écran » pour enregistrer la localité. Employez aussi votre appareil-photo numérique pour archiver quelques images du site. Ce sont des aides de valeur inestimable aujourd'hui, et le seront particulièrement dans les années futures.

 
     
Enregistrez n'importe quelle donnée que vous pouvez obtenir au sujet de la localisation (ceci inclue naturellement des données physiques et chimiques si vous pouvez). Mais…certainement vous avez votre ordinateur, votre unité de traitement de texte, votre processeur d’images, votre APN, et votre Google Earth., alors un kit d'essais chimiques, même pour des aquariophiles, peut être utile dans l'équipement standard de l'amateur si ce n'est pas trop cher pour vous.
 
     
 
Anatomie externe    

 
 

Il est nécessaire de décrire leur aspect et activités quand ils
- mangent
- rampent
- nagent

 
     
 
Structure du corps

 
 

Vérifiez la forme, dans la vue dorsale et latérale, et le rapport entre les pseudo-segments. Mesurez la longueur du pied, du tronc, du cou, et des segments de la tête.

 
     
 
Cuticule
Notez l'aspect et l'épaisseur de la cuticule, et la présence de plis, de sillons longitudinaux, ou de reliefs. S'ils existent, notez le nombre, la disposition, la forme et la taille, d'épines de la cuticule, ou toute projection, verrues, ou papilles qu'ils ont.


 
   
 
Tête et « couronne »
Vérifiez la forme de la tête, sa largeur, et la forme de la « couronne », sa taille par rapport a la tête quand elle est déployée, l'ordre dans lequel s'ouvrent les trochas, la longueur de leur pédicelle, et de sa mobilité.


 
   
 
Lèvre supérieure
Pendant que le rotifère mange, vérifiez en détail la forme de la lèvre supérieure, particulièrement dans la vue dorsale.


 
   
 
Antenne
Vérifiez la position, la forme, et la longueur de l'antenne (en la vue latérale)


 
   
 
Yeux
Vérifiez la présence ou l'absence de taches oculaires, leur couleur et leur position (sur le cerveau ou dans l'extrémité du rostrum, ou dans toute autre situation)


 
   
 
Pied
Nombre et forme des segments, forme d'union avec le corps.


 
   
 
Ergots (éperons)
Forme et longueur, insertion sur le pied et épaisseur de la base, la séparation entre les deux, toute marque ou ponctuations qu'ils ont.


 
   
 
Doigts (orteils) :
Nombre (mieux étudié dans une goutte pendant, avec le rotifère collé à la lamelle) et disposition. Longueur absolue et relative, entre eux et avec les éperons
L’étude du pied peut demander un long temps, et beaucoup d’effort. La plus part du temps il est masqué par le détritu.



 
   
 
Habrotrocha sur un mousse- A.Verolet.


 
 
Anatomie interne

 
 
Cerveau :
Position, forme et taille du cerveau

 
 
Glandes sub-cérébrales et bourse retro-cérébrael :
orme et disposition des glandes sub-cérébrales et de la bourse retro-cérébrale

 
 
Mastax:
Position, forme et taille


 
   
 
Mâchoires (Trophus) :
Forme, taille : de chaque pièce, et des gross dentes, formule dentaire (objective 40x et 100x)


 
   
 
Glandes gastriques, et salivaires :
aspect, taille, position


 
   
 
Estomac (Intestin),
forme, taille, disposition, présence ou absence de lumen, (il peut être nécessaire de le vérifier à 400x) contenu. Seulement dans les Habrotrochidae il n'existe pas de lumen.


 
   
 
Intestin, (Rectum)
situation, taille, contenu. Chez Habrotrocha la décharge fécale est sous forme de pellets, avec des globules visibles, et semblable au contenu gastrique)


 
   
 
Néphridies :
(40x et 100x, mieux dans des exemplaires comprimés. Peuvent ne pas être vues, chercher les cellules à flammes vibratiles)


 
   
 
Vessie ou vésicule contractile,
Il peut être intéressant de déterminer l'intervalle entre la réplétion et la décharge


 
   
 
Glandes pédieuses, ou cementantes
(nombre et disposition) 10 et 40x, en extension.

 
   
 
Gonade (ovovitelogene, glandes génitales)
La gonade est composé de deux syncitia :
 
   
 
1-Ovules
Ce sont de petites cellules généralement bien vues seulement chez des individus comprimés.
 
   
 
2-Vitelogene,
Compter le nombre des gros noyaux

 
   
 
Oviducte,
presque impossible à déceler, s’il n’y a pas quelque œuf développé

 
 
Cloaque,
Position de son ouverture. forme des deux segments contigus s'ils ont quelques caractéristiques intéréssantes.

 
 

Utérus
(dans les espèces vivipares), la même chose que pour l'oviducte
Cloaque Position de l'ouverture de l'utérus
Forme des deux segments contigus, s’ils ont quelque caractéristique intéressante

 
 
Œuf pondu:
Forme, taille, coque, et toute sculpture de ce dernier. Vous deviez separer quelques femelles dans une solution bacterisée et avec quelques debris dans une capsule protegée de l’évaporation, et enregistrer le temps de la ponte, la structure de l’œuf et le temps d’éclosion.
Si vous le pouvez, filmez l'éclosion !


 
   
 
Une exemplaire dans sa loge - A.Verolet.


 

 

Dans la mesure du possible tous les détails étudiés devraient être photographiés. Probablement les exemplaires qui sont utilisés pour l'étude sur le vivant ne survivent pas au traitement.
Si les photos ne sont pas totalement satisfaisantes vous pouvez faire des dessins en utilisant la grille du monitor que la plus part des processeurs d’images peuvent déployer sur les photos. Le dessin peut être fini en ajoutant des détails pris sur le vivant.

Il y a quelque temps que j’ai publié dans Micscape un article sur l’utilité du dessin pour le microscopiste.

Certains magazines scientifiques sollicitent des dessins, plutot que des photos. Publier ces dernières est plus couteux et il est difficile d’obtenir dans l’impression la résolution originelle de la photo. Il serait bon que vous appreniez à dessiner.

 

 
     
 

Si un spécialiste peut avoir à sa disposition une sélection de photos, dessins, mesures, et notes ici proposés, il aurait peu de difficulté pour arriver a la classification du matériel, même s‘il est nouveau en science.

 
 
Des oeufs d'une bdelloïde - A.Verolet.
 


Évidemment tout ceci est beaucoup de travail, et parfois un dur travail !
Et même si nous passons des journées entières à chercher et à étudier un sujet, cela nous donne une magnifique opportunité de joindre l'utile à l'agréable.

 
     
Un exemple admirable de l'application de la presentation graphique preconissé plus haut, est le travaill de Michel Verolet nous montrant photographiquement

Notommata veroleti Pourriot 200x.


Ces pages et ces images sont un vrai « spécimen type» qui n'est pas caché dans les collections d'un Muséum, mais qui est a la disposition de tous ceux (professionnels ou amateurs) qui veullent comparer leurs propres exemplaires avec l'espèce de Pourriot. On a besoin de beaucoup plus de ces trésors taxinomiques.


 
     
 
Situation actuelle

 

Claudia Ricci et Giorgio Melone dans son travail d’il y a 6 ans (2002) avaient l’espoir que la publication de sa clé put réveiller l'intérêt des amateurs et des professionnels pour les Bdelloidea.
Les raisons qui empêchent une concrétion rapide de ce désir furent aussi exprimées par les mêmes auteurs : petite taille, excessive mobilité, manque de moyens adéquats de ralentissement ou anesthésie, incroyable vitesse pour se contracter totalement, difficulté pour les arrêter par compression contrôlée sans les déformer excessivement, incontournable nécessité d'étudier les individus pendant des heures, sur le vivant, pour pouvoir déchiffrer leur organisation.
Les livres avec des clés et des descriptions adéquates ont des éditions épuisées, hors de l'Europe peu d'étudiants dominent suffisamment l'allemand. En partie cette dernière difficulté pourrait être partiellement résolue, si on réédite en Français ou en Anglais le livre fondamental de Donner

 Donner. J. 1965. Ordnung Bdelloidea. Bestimmungsbücher zur Bodenfauna Europas, 6, 297 pp.

Cette Clé illustrée que nous incluons aujourd'hui dans le Magazine Microscopies essaye de mettre à la disposition des étudiants, en forme visuelle directe les fondements de morphologie qui permettent de séparer les genres des Bdelloidea.
C'est dommage que je ne puisse pas inclure une photo de chaque genre, Quand je les ai trouvés j’ai pris quelques dessins de la littérature. Mais même ainsi il y a des genres dont je n'ai pas pu trouver d' images (je vis loin des bibliothèques scientifiques, et sur Internet il manque beaucoup d'images)
Mais il sera encore vrai qu’il n’existe pas un moyen sûr pour anesthésier les Bdeloidés, en vue de les dessiner ou les photographier. Sauf le Rousselet, toute les techniques essayées donnent pour résultat la contraction des rotifères tellement rapide et complète qu’elle rend impossible toute étude postérieure, sauf la récupération des trophus par dissolution des tissus mous avec hypochlorite. Dans cette Classe les trophus ne sont pas généralement des caractères spécifiques définitifs, la plupart du temps confirmant, mieux que définissant, la détermination. Mais l’équipe italienne de l'université de Milan est en train de constituer une bibliothèque importante d’images de trophus basées sur des recherches avec le microscope électronique de balayage (MEB). Et ceci pourrait changer les choses à l’avenir.

Néanmoins il y a un outil qui sûrement modifiera plus ou moins rapidement la recherche sur les espèces de cette Classe. Évidemment les professionnels, mais aussi maintenant beaucoup d’amateurs avancés, ont incorporé à leur équipement non seulement les puissants microscopes avec le DIC de Nomarski, mais également la photographie avec le Flash Électronique.

La tête de Philodina que nous reproduisons dans l’introduction à ce travail par la courtoisie de son auteur, Charles Krebbs (qui avec elle a inauguré une nouvelle étape que j' espère attirera les efforts de beaucoup d'autres amateurs) est témoin des résultats magnifiques que prédit cette technique. Nous ajoutons d'autres images par Krebbs et Abel Lear qui confirment cela.
 
La disponibilité du flash, la photographie numérique haute gamme, et les programmes, maintenant de grande diffusion, de reconstruction tridimensionnelle (CombineZ5, CombineZM, CombineZP, et Hélicon-Focus) prédisent une généralisation importante de la capacité d'étudier et de documenter ce groupe difficile de microinvertébrés.

Les amateurs ont ici une occasion importante de collaborer avec les professionnels (qui ont la bibliographie appropriée, et les microscopes électroniques à balayage) leur envoyant des descriptions de qualité, des mesures, et des photos détaillées des espèces qu'ils observent. Et ceci peut être fait sur une échelle mondiale avec l'aide d' Internet qui démolit la barrière géographique.

J'espère que la curiosité insatiable des membres présents et futurs des forums de microscopistes, produira une moisson suffisante de documents pour les rendre disponibles aux spécialistes.
 

Néanmoins, il est clair que, en raison des exigences de la disponibilité bibliographique, et de l'accès aux microscopes électroniques, les spécialistes des universités et instituts de recherche, continueront d' être ceux qui peuvent identifier avec certitude les espèces des bdeloidés, et tant que le nombre de ceux-ci n'augmente pas sensiblement, et que les documents photomicrographique moissonnés par des amateurs ne seront pas récoltés avec fluidité : « la biogéographie des Bdelloidea, (comme aussi en général celle de tous les rotifères – note de l’auteur) continuera à être, vraiment, la biogéographie des étudiants du groupe » (Ricci et Melone, 2002) »

 

Pour faciliter la contribution des amateurs à cette discipline j'ajoute en « apendix » une liste des spécialistes les plus actifs que je connais. Je pense que la plupart d'entre eux serait heureux de recevoir des nouveautés taxonomiques de partout dans le monde.


 
     
 
Envoi des échantillons.
 
 

 

Si l'amateur ne se sent pas capable pour les travaux plus difficiles, lui ou elle peut apporter une contribution énorme en envoyant des échantillons aux spécialistes. Rappelez-vous que vous travaillez avec des espèces qui (presque toutes) peuvent survivre après dessiccation. En utilisant un morceau de papier filtre de laboratoire (ou de papier filtre de cafetières) vous pouvez préparer un échantillon qui pourrait résister aux risques même du courrier de surface, et qui peut être inclus dans n'importe quelle enveloppe postale.

 
 


C'EST SIMPLE ET D'UNE GRANDE VALEUR.

 
 

Mais rappelez-vous qu'un chercheur est une personne très occupée. Prenez le soin de contacter d'abord le spécialiste de votre choix pour demander sa permission avant envoyer vos matériaux, images et échantillons déshydratés.

Si ayant vu vos notes, images et schémas, le scientifique vous dit que votre matériel est dd'un réel intérêt, préparez un échantillon desséché pour envoyer quelques spécimens.

 
 

Comment préparer l'échantillon

 
 

 

Concentrez autant que vous pouvez les individus dans un petit volume d'eau.
Préparez une boîte de Pétri, ou un petit plat de taille identique, avec son couvercle, avec un morceau de papier filtre sur le fond.
Humectez le papier avec quelques gouttes d'eau distillée. Déposez dans le centre l'échantillon avec les rotifères vivants, et mettez le couvercle, en laissant un espace mince ouvert pour permettre l'évaporation. Coupez alors le papier filtre séché, pour récupérer le secteur avec l'échantillon et pour le mettre a l’intérieur d’un papier plié. N'employez pas du plastique. Incluez ceci avec la lettre que vous envoyez avec des données. N’employez pas une enveloppe en plastique. Il y a ainsi de fortes chances que les individus dans votre échantillon puissent être facilement récupérés dans le laboratoire de destination.

Même si vous ne devenez pas l' heureux père d’une nouvelle espèce, votre échantillon pourrait avoir un grand intérêt zoogéographique et écologique.


 

 
 
Un oeuf d'une bdelloïde, avec embryon - A.Verolet.


 


BIBLIOGRAPHIE

Jersabek, C.D., H. Segers, and P.J. Morris, . An illustrated online catalog of the Rotifera in the Academy of Natural Sciences of Philadelphia (version 1.0: 2003-April-8). [WWW database] URL http://rotifer.acnatsci.org/rotifer.php

Diego Fontaneto and Claudia Ricci – 2004 – Rotifera: Bdelloidea, in Fresh water Invertebrates of the Malaysian Region.Pg 121-126

Edmondson, W.T. – 1959 – Rotifera. Pages 420-494 in W.T. Edmondson (ed.), Ward and Whipple’s Fresh-water Biology, Second edition. John Wiley and Sons, Inc. New York, NY.

Fontaneto D., Boschetti C. and Ricci C. – 2008 – Cryptic diversification in ancient asexuals: evidence from the bdelloid rotifer Philodina flaviceps. J . Evol. Biol. 2: 580–587

Hendrik Segers – 2007 - Annotated checklist of the rotifers (Phylum Rotifera), with notes on nomenclature, taxonomy and distribution. Zootaxa 1564- Magnolia Press

Hyman, Libby H. – 1951 – The invertebrates – Acantocephala, Aschelmintha and Entoprocta, McGraw-Hill book Co.

Ricci C. and Melone G. – 2000 – Key to the identification of the genera of bdelloid rotifers. Hydrobiologia 418: 73–80.

Ricci C., Melone G. and Walsh E.J. – 2001 – A carnivorous bdelloid rotifer, Abrochtha carnivora n.sp. Invertebrate Biology 120: 136–141.

Claudia Ricci, Manuela Caprioli and Diego Fontaneto – 2007 – Stress and fitness in parthenogens: is dormancy a key feature for bdelloid rotifers? BMC Evolutionary Biology, 1-7(Suppl 2)

Ricci Claudia y Giulio Melone – 1998 – The Philodinavidae (Rotifera Bdelloide): A special family. Hydrobiología 385:77-85

Ricci Claudia, Russell Shiel, Diego Fontaneto & Giulio Melone– 2002 – Bdelloid rotifers recorded from australia with description of Philodinavus aussiensis n.sp.


 
 
SPECIALISTES DES BDELOIDES.

 
 

Caprioli, Manuela manuela.caprioli@unimi.it
De Smeth, Willem Willem.DeSmet@ua.ac.be
Fontaneto, Diego: diego.fontaneto@unimi.it
d.fontaneto@imperial.ac.uk
Melone, Giulio giulio.melone@unimi.it
Ricci, Claudia: claudia.ricci@unimi.it
Schmid-Araya, J.M. J.M.Schmid-Araya@qmul.ac.uk
Segers, Hendrick hendrik.segers@naturalsciences.be
Song, M. O. rotisong@hanmail.net
Sarma,S.S.S. sarma@servidor.unam.mx

 

 
 

REMERCIEMENTS

 
 

Je veux remercier très spécialement le Rédacteur du Magazine, pour la belle mise en page de ce travail et Michel Verolet pour l'attention personnelle qu'ils a prêté à la correction du texte et je lui adresse cette lettre : Lettre ouverte à Michel Verolet.


NDLR : Afin d'éviter la recopie par des robots, des adrensses Internet des spécialistes ci dessus, les liens donnés ne sont pas actifs. Vous devez les recopier manuellement.

 
 

WD

 

 

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